吖啶橙溶解-吖啶橙检测溶酶体

1、结构不同:

DNA是双螺旋结构。RNA一般为单链长分子,不形成双螺旋结构。它的碱基组成与DNA的不同,RNA没有碱基T(胸腺嘧啶),而有碱基U(尿嘧啶)。

2、功能不同:

脱氧核糖核酸(DNA)是分子结构复杂的有机化合物。作为染色体的一个成分而存在于细胞核内。功能为储藏遗传信息。

核糖核酸(RNA)存在于生物细胞以及部分病毒、类病毒中的遗传信息载体,有催化生化反应过程的活性功能,即具有酶的活性。

3、应用不同:

鉴定亲子关系用得最多的是DNA分型鉴定。人的血液、毛发、唾液、口腔细胞等都可以用于用亲子鉴定,十分方便。

使RNA聚合酶可依照DNA上的碱基序列合成相对应之信使RNA(mRNA)的过程. 在人体需要酵素或是蛋白质时,都会需要进行此过程,才能借由信使mRNA,将密码子带出核模外. 好让核糖体进一步的利用信使RNA(mRNA)来翻译,合成所需之蛋白质。

扩展资料:

1、DNA是高分子聚合物,DNA溶液为高分子溶液,具有很高的粘度,可被甲基绿染成绿色。DNA对紫外线(260nm)有吸收作用,利用这一特性,可以对DNA进行含量测定。当核酸变性时,吸光度升高,称为增色效应;当变性核酸重新复性时,吸光度又会恢复到原来的水平。

较高温度、有机溶剂、酸碱试剂、尿素、酰胺等都可以引起DNA分子变性,即DNA双链碱基间的氢键断裂,双螺旋结构解开—也称为DNA的解螺旋。

2、在细胞中,根据结构功能的不同,RNA主要分三类,即tRNA(转运RNA),rRNA(核糖体RNA),mRNA(信使RNA)。mRNA是合成蛋白质的模板,rRNA是组成核糖体的组分,是蛋白质合成的工作场所。

参考资料:

百度百科-脱氧核糖核酸

参考资料:

百度百科-核糖核酸

DNA与RNA有何不同?

构成DNA分子的基本单位是脱氧核苷酸,许许多多脱氧核苷酸通过一定的化学键连接起来形成脱氧核苷酸链,每个DNA分子是由两条脱氧核苷酸链组成。DNA分子结构的特点是:①DNA分子的基本骨架是磷酸和脱氧核糖交替排列的两条主链;②两条主链是平行但反向,盘旋成的规则的双螺旋结构,一般是右手螺旋,排列于DNA分子的外侧;③两条链之间是通过碱基配对连接在一起,碱基与碱基间是通过氢键配对在一起的

基本概念

转录是在原核和真核细胞中以DNA为模板合成RNA的过程。

在原核和真核生物中,转录过程是相似的。包括DNA变性,RNA聚合酶结合在单链DNA上以5′→3′方向合成RNA分子。双链中只有一条链作为转录模板,合成单链RNA分子。启动子和终止子序列决定转录的起始和终止。

在E.coli中RNA多聚酶转录各种RNA(mRNA,tRNA和rRNA)。在真核细胞中有三类不同的RNA多聚酶,它们的功能不同。RNA pol Ⅰ转录4种rRNA中的3种;RNA pol Ⅱ转录mRNA和一些snRNA;RNAⅢ转录第四种rRNA,tRNA以及其余的snRNA。

3种真核生物的RNA pol,不像E.coli RNA pol,没有一个直接地和启动子区结合,而是通过转录起始因子的介导来起始RNA的合成。对于每一种RNA多聚酶来说,转录因子是特异的,它可以识别启动子的特殊序列。

蛋白质编码基因的启动子位于转录起始位点的上游,由不同组合的启动原件所构成。特异的转录因子和调节因子结合在这些原件上,促进RNA pol Ⅱ转录起始。增强子离启动子较远,它可被调节因子识别结合,具有促进基因转录的功能。

由RNA pol Ⅲ转录的启动子,位于下游,在其基因编码序列内部。这种启动子,根据所转录的RNA的种类,由不同的功能区组合而构成。转录因子识别这些功能区,促进RNA聚合酶转录起始。

18S,5.8S和28S rRNA作为一个转录单位一道转录,产生前体RNA分子。大部分真核生物的18S,5-8S和28S rRNA都是以串联重复排列,每个重复单位被不转录的间隔序列(nontranscribed specer,NTs)所分隔。转录单位的启动子位于NTS中,其功能是和特异的转录因子相结合,促进RNA pol Ⅰ的转录起始。

从孟德尔定律问世以后,人们就知道了生物的各种性状是由基因控制的。一基因一酶学说的建立进一步地明确了基因是以酶的形式通过控制生化反应链来控制的。酶或蛋白和基因又是什么样的关系呢?也就是说遗传信息怎样传递,怎样表达成性状呢?就在Watson和Crick建立DNA双螺旋模型后的第三年,1957年Crick提出了中心法测(central dogma),指出了遗传信息的传递方向:

DNA → RNA→蛋白质

DNA RNA → 蛋白质

(1970年H.Temin和D.Baltimore发现了反转录酶后,Crick对中心法测又作了部分修改:

也就是说由DNA通过转录将遗传信息传递给RNA,RNA通过翻译把信息传递给蛋白(图12-1)。通过这种单向的传递,遗传信息通过蛋白质的不同形式,如酶,结构蛋白,运载蛋白,调节蛋白等表达成一种性状。

第一节 信使的发现

储存在DNA分子中的这种遗传信息能在复制中产生更多的拷贝,并翻译成蛋白质。DNA的功能构成了信息的流动,遗传信息如何转变成蛋白质呢?转录就是其中的重要的一环。基因表达时以DNA的一条链为模板合成RNA,这一过程就是转录(transcription)。催化合成RNA的酶叫做RNA聚合酶(RNA polymerase)。RNA和DNA结构相似,所不同之处在于:(1)RNA一般以单链形式存在;(2)RNA中的核糖其C′-2不脱氧的;(3)尿苷(U)取代了DNA中的胸苷。细胞中的RNA分成三种:mRNA(信使RNA),tRNA(转运RNA)和rRNA(核糖体RNA)。它们的功能各不相同。mRNA是合成蛋白质的模板,tRNA是转运特异氨基酸的运载工具,rRNA是合成蛋白质的装置。mRNA的碱基序列,决定着蛋白质装配时氨基酸的序列。

1955年Brachet用洋葱根尖和变形虫进行了实验;若加入RNA酶降解细胞中的RNA,则蛋白质合成就停止,若再加入从酵母中提取的RNA,则又可以重新合成一些蛋白质,这就表明,蛋白质的合成是依赖于RNA。

同年Goldstein和Plaut用同位素标记变形虫(Amoeba proteus)RNA前体,发现标记的RNA都在核内,表明RNA是在核内合成的。在标记追踪(pulse-chase)实验中,用短脉冲标记RNA前体,然后将细胞核转移到未标记的变形虫中。经过一段时间发现被标记的RNA分子已在细胞质中,这就表明RNA在核中合成,然后转移到细胞质内,而蛋白质就在细胞质中合成,因此RNA就成为在DNA和蛋白质之间传递信息的信使的最佳候选者。

1956年Elliot Volkin和 Lawrence Astrachan作了一项很有意思的观察:当E.coli被T2感染,迅速停止了RNA的合成,但噬菌的RNA却开始迅速合成。用同位素脉冲一追踪标记表明噬菌的RNA在很短的时间内就进行合成,但很快又消失了,表明RNA的半衰期是很短的。由于这种新合成的RNA的碱基比和T2的DNA碱基比相似,而和细菌的碱基比不同,所以可以确定新合成的RNA是T2的RNA。由于T2感染细菌时注入的是DNA,而在细胞里合成的是RNA,可见DNA是合成RNA的模板。最令人信服的证据来自DNA-RNA的杂交实验。Hall.B.D和Spiegeman,S,将T2噬菌体感染E.coli后立即产生的RNA分离出来,分别与T2和E.coli的DNA进行分子杂交,结果发现这种RNA只能和T2的DNA杂交形成“”链,而不能和E.coli的DNA进行杂交。表明T2产生的这种RNA(即mRNA)至少和T2的DNA中的一条链是互补的。

Brenner,s. Jacob,F.和Meselson(1961)进行了一系列的的实验(图12-2),他们将E.coli培养在15N/13C的培养基中,因此合成的RNA和蛋白都被“重”同位素所标记。也就是说凡是“重”的核糖体,RNA和蛋白都是细菌的,然后用T2感染E.coli,细菌的RNA停止合成,而开始合成T2的RNA此时用普通的“轻”培养基(14N/12C),但分别以32P来标记新合成的T2 RNA,以35S标记新合成的T2蛋白,因此任何重新合成的核糖体,RNA,及蛋白都是“轻”的但带但有放射性同位素。经培养一段时间后破碎细胞,加入过量的轻的核糖体作对照,进行密度梯度离心,结果“轻”的核糖体上不具有放射性,“重”的核糖体上具有32P和35S,表明(1)T2未合成核糖体,“轻”核糖体却是后加放的。(2)T2翻译时是借用了细菌原来合成的核糖体,所以核糖体并无特异性,核糖体上结合的mRNA,其序列的特异性才是指导合成蛋白质的遗传信息,从而提出了mRNA作为“信使”的证据。因此他们将这种能把遗传信息从DNA传递到蛋白质上的物质称为“信使”。他们预言(1)这种“信使”应是一个多核苷酸;(2)②其平均分子量不小于5?105(假定密码比是3),足以携带一个基因的遗传信息;(3)它们至少是暂时连在核糖体上;(4)其碱基组成反映了DNA的序列;(5)它们能高速更新。Volkin和Astrachan发现高速更新的RNA似乎完全符合以上条件。Jacob和Monod将它定名为信使RNA(Messenger RNA)或mRNA

自噬2021-08-03

RNA与DNA最重要的区别一是RNA只有一条链,二是它的碱基组成与DNA的不同,RNA没有碱基T(胸腺嘧啶),而有碱基U(尿嘧啶)。所以导致他们有以下性质上的不同。

1.两性解离:DNA无,只有酸解离,碱基被屏蔽(在分子内部形成了H键)。RNA有,有PI。

2.粘度大:DNA;RNA,粘度由分子长度/直径决定,DNA为线状分子,RNA为线团。

3.碱的作用:DNA耐碱RNA易被碱水解。

4.显色反应:

鉴别DNA和RNA+浓HCl RNA ------→ 绿色化合物

DNA ------→ 蓝紫色化合物苔黑酚

二苯胺啡啶溴红(荧光染料)和溴嘧啶都可对DNA染色,原理是卡在分子中,DNA的离心和电泳显色可用它们。

DNA和RNA的鉴别染色

利用吖啶橙的变色特性可鉴别DNA和RNA。吖啶橙作为一种荧光染料已被用于染色固定,非固定细胞核酸,或作溶酶体的一种标记。观察亡细胞荧光变色性变化以及区别分裂细胞和静止细胞群体。虽然测定DNA和RNA含量时较难获得好的重复性结果,但该方法已被许多实验室广泛采用。

5.溶解性:都溶于水而不溶于乙醇,因此,常用乙醇来沉淀溶液中的DNA和RNA。DNA溶于苯酚而RNA不溶,故可用苯酚来沉淀RNA。

6.紫外吸收:核酸的λm=260nm,碱基展开程度越大,紫外吸收就越厉害。当A=1时,DNA:50ug/ml,RNA和单链DNA:40ug/ml,寡核苷酸:20ug/ml。用A260/A280还可来表示核酸的纯度。

7.沉降速度:对于拓扑异构体(核苷酸数目相同的核酸),其沉降速度从达到小依次为:RNA ; 超螺旋DNA > 解链环状DNA ; 松弛环状DNA ; 线形DNA也就是在离心管中最上层是线形DNA,最下面是RNA。

8.电泳:核苷酸、核酸均可以进行电泳,泳动速度主要由分子大小来决定,因此,电泳是测定核酸分子量的好方法。

9.DNA分子量测定最直接的方法:用适当浓度的EB(溴嘧啶)染色DNA,可以将其他形式的DNA变成线形DNA,用电镜测出其长度,按B-DNA模型算出bp数,根据核苷酸的平均分子量就可计算出DNA的分子量。

聚合酶链反应(Polymerase Chain Reaction ,PCR)是80年代中期发展起来的体外核酸扩增技术。它具有特异、敏感、产率高、快速、简便、重复性好、易自动化等突出优点;能在一个试管内将所要研究 的目的基因或某一DNA片段于数小时内扩增至十万乃至百万倍,使肉眼能直接观察和判断;可从一根毛发、一滴血、甚至一个细胞中扩增出足量的DNA供分析研 究和检测鉴定。过去几天几星期才能做到的事情,用PCR几小时便可完成。PCR技术是生物医学领域中的一项革命性创举和里程碑。

PCR技术简史

PCR的最早设想 核酸研究已有100多年的历史,本世纪60年代末、70年代初人们致力于研究基因的体外分离技术,Korana于1971年最早提出核酸体外扩增的设想:“经过DNA变性,与合适的引物杂交,用DNA聚合酶延伸引物,并不断重复该过程便可克隆tRNA基因”。

PCR的实现 1985年美国PE-Cetus公司人类遗传研究室的Mullis等发明了具有划时代意义的聚合酶链反应。其原理类似于DNA的体内复制,只是在试管中给 DNA的体外合成提供以致一种合适的条件---摸板DNA,寡核苷酸引物,DNA聚合酶,合适的缓冲体系,DNA变性、复性及延伸的温度与时间。

PCR的改进与完善 Mullis最初使用的DNA聚合酶是大肠杆菌DNA聚合酶I的 Klenow片段,其缺点是:①Klenow酶不耐高温,90℃会变性失活,每次循环都要重新加。②引物链延伸反应在37℃下进行,容易发生模板和引物之 间的碱基错配,其PCR产物特异性较差,合成的DNA片段不均一。此种以Klenow酶催化的PCR技术虽较传统的基因扩增具备许多突出的优点,但由于 Klenow酶不耐热,在DNA模板进行热变性时,会导致此酶钝化,每加入一次酶只能完成一个扩增反应周期,给PCR技术操作程序添了不少困难。这使得 PCR技术在一段时间内没能引起生物医学界的足够重视。1988年初,Keohanog改用T4 DNA聚合酶进行PCR,其扩增的DNA片段很均一,真实性也较高,只有所期望的一种DNA片段。但每循环一次,仍需加入新酶。1988年Saiki 等从温泉中分离的一株水生嗜热杆菌(thermus aquaticus) 中提取到一种耐热DNA聚合酶。此酶具有以下特点:①耐高温,在70℃下反应2h后其残留活性大于原来的90%,在93℃下反应2h后其残留活性是原来的 60%,在95℃下反应2h后其残留活性是原来的40%。②在热变性时不会被钝化,不必在每次扩增反应后再加新酶。③大大提高了扩增片段特异性和扩增效 率,增加了扩增长度(2.0Kb)。由于提高了扩增的特异性和效率,因而其灵敏性也大大提高。为与大肠杆菌多聚酶I Klenow片段区别,将此酶命名为Taq DNA多聚酶(Taq DNA Polymerase)。此酶的发现使PCR广泛的被应用。

PCR技术基本原理

PCR技术的基本原理 类似于DNA的 天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA经加 热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备;②模板DNA与引 物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合;③引物的延伸:DNA模板--引物结合 物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需 2~4分钟,2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。到达平台期(Plateau)所需循环次数取决于样品中模板的拷贝。

PCR的反应动力学 PCR的三个反应步骤反复进行,使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA 扩增量可用Y=(1+X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数,X表示平(Y)均每次的扩增效率,n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%, 但在实际反应中平均效率达不到理论值。反应初期,靶序列DNA片段的增加呈指数形式,随着PCR产物的逐渐积累,被扩增的DNA片段不再呈指数增加,而进 入线性增长期或静止期,即出现“停滞效应”,这种效应称平台期数、PCR扩增效率及DNA聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多数情 况下,平台期的到来是不可避免的。

PCR扩增产物 可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5’端之间,是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引物所 结合的模板不一样而形成的,以一个原始模板为例,在第一个反应周期中,以两条互补的DNA为模板,引物是从3’端开始延伸,其5’端是固定的,3’端则没 有固定的止点,长短不一,这就是“长产物片段”。进入第二周期后,引物除与原始模板结合外,还要同新合成的链(即“长产物片段”)结合。引物在与新链结合 时,由于新链模板的5’端序列是固定的,这就等于这次延伸的片段3’端被固定了止点,保证了新片段的起点和止点都限定于引物扩增序列以内、形成长短一致的 “短产物片段”。不难看出“短产物片段”是按指数倍数增加,而“长产物片段”则以算术倍数增加,几乎可以忽略不计, 这使得PCR的反应产物不需要再纯化,就能保证足够纯DNA片段供分析与检测用。

PCR反应体系与反应条件

标准的PCR反应体系:

10×扩增缓冲液 10ul

4种dNTP混合物 各200umol/L

引物 各10~100pmol

模板DNA 0.1~2ug

Taq DNA聚合酶 2.5u

Mg2+ 1.5mmol/L

加双或三蒸水至 100ul

PCR反应五要素: 参加PCR反应的物质主要有五种即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+

引物: 引物是PCR特异性反应的关键,PCR 产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度。理论上,只要知道任何一段模板DNA序列,就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物,利用PCR就可将模板DNA在体外大量扩增。

设计引物应遵循以下原则:

①引物长度: 15-30bp,常用为20bp左右。

②引物扩增跨度: 以200-500bp为宜,特定条件下可扩增长至10kb的片段。

③引物碱基:G+C含量以40-60%为宜,G+C太少扩增效果不佳,G+C过多易出现非特异条带。ATGC最好随机分布,避免5个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。

④避免引物内部出现二级结构,避免两条引物间互补,特别是3’端的互补,否则会形成引物二聚体,产生非特异的扩增条带。

⑤引物3’端的碱基,特别是最末及倒数第二个碱基,应严格要求配对,以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。

⑥引物中有或能加上合适的酶切位点,被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点,这对酶切分析或分子克隆很有好处。

⑦引物的特异性:引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。

引物量: 每条引物的浓度0.1~1umol或10~100pmol,以最低引物量产生所需要的结果为好,引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增,且可增加引物之间形成二聚体的机会。

酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应, 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶,另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时),浓度过高可引起非特异性扩增,浓度过低则合成产物量减少。

dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系,dNTP粉呈颗粒状,如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性,使用时应配成高浓度后,以1M NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0~7.5,小量分装, -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中,dNTP应为50~200umol/L,尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制),如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低),就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合,使游离的Mg2+浓度降低。

模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度,是PCR成败与否的关键环节之一,传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。 SDS的主要功能是: 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质,因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜,并解离细胞中的核蛋白,SDS 还能与蛋白质结合而沉淀;蛋白酶K能水解消化蛋白质,特别是与DNA结合的组蛋白,再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份,用乙醇或异丙醇沉淀 核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本,可采用快速简便的方法溶解细胞,裂解病原体,消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离,直接 用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法,要防止RNase降解RNA。

Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响,在一般的PCR反应中,各种dNTP浓度为200umol/L时,Mg2+浓度为1.5~2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高,反应特异性降低,出现非特异扩增,浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性,使反应产物减少。

PCR反应条件的选择

PCR反应条件为温度、时间和循环次数。

温度与时间的设置: 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法,双链DNA在90~95℃变性,再迅速冷却至40 ~60℃,引物退火并结合到靶序列上,然后快速升温至70~75℃,在Taq DNA 聚合酶的作用下,使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100~300bp时)可采用二温度点法, 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一,一般采用94℃变性,65℃左右退火与延伸(此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性)。

①变性温度与时间:变性温度低,解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下,93℃~94℃lmin足以使模板DNA变性,若低于93℃则 需延长时间,但温度不能过高,因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性,就会导致PCR失败。

②退火(复性)温度与时间:退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃~60℃,可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多,引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间,取决于引物的长度、碱基组成及其浓度,还有靶基序列的长 度。对于20个核苷酸,G+C含量约50%的引物,55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度:

Tm值(解链温度)=4(G+C)+2(A+T)

复性温度=Tm值-(5~10℃)

在Tm值允许范围内, 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合,提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30~60sec,足以使引物与模板之间完全结合。

③延伸温度与时间:Taq DNA聚合酶的生物学活性:

70~80℃ 150核苷酸/S/酶分子

70℃ 60核苷酸/S/酶分子

55℃ 24核苷酸/S/酶分子

高于90℃时, DNA合成几乎不能进行。

PCR反应的延伸温度一般选择在70~75℃之间,常用温度为72℃,过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间,可根据待扩增片段的长度而定,一般1Kb以内的DNA片段,延伸时间1min是足够 的。3~4kb的靶序列需3~4min;扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增,延伸时间要稍长些。

循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30~40次之间,循环次数越多,非特异性产物的量亦随之增多。

PCR反应特点

特异性强 PCR反应的特异性决定因素为:

①引物与模板DNA特异正确的结合;

②碱基配对原则;

③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性;

④靶基因的特异性与保守性。

其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性,使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行,结合的特异性大大增加,被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区,其特异性程度就更高。

灵敏度高 PCR产物的生成量是以指数方式增加的,能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞;在病毒的检测中,PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位);在细菌学中最小检出率为3个细菌。

简便、快速 PCR反应用耐高温的Taq DNA聚合酶,一次性地将反应液加好后,即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应,一般在2~4 小时完成扩增反应。扩增产物一般用电泳分析,不一定要用同位素,无放射性污染、易推广。

对标本的纯度要求低 不需要分离病毒或细菌及培养细胞,DNA 粗制品及总RNA均可作为扩增模板。可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等粗制的DNA扩增检测。 PCR扩增产物分析

PCR产物是否为特异性扩增 ,其结果是否准确可靠,必须对其进行严格的分析与鉴定,才能得出正确的结论。PCR产物的分析,可依据研究对象和目的不同而采用不同的分析方法。

凝胶电泳分析:PCR产物电泳,EB溴乙锭染色紫外仪下观察,初步判断产物的特异性。PCR产物片段的大小应与预计的一致,特别是多重PCR,应用多对引物,其产物片断都应符合预讦的大小,这是起码条件。

琼脂糖凝胶电泳: 通常应用1~2%的琼脂糖凝胶,供检测用。

聚丙烯酰胺凝胶电泳:6~10%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离效果比琼脂糖好,条带比较集中,可用于科研及检测分析。

酶切分析:根据PCR产物中限制性内切酶的位点,用相应的酶切、电泳分离后,获得符合理论的片段,此法既能进行产物的鉴定,又能对靶基因分型,还能进行变异性研究。

分子杂交:分子杂交是检测PCR产物特异性的有力证据,也是检测PCR 产物碱基突变的有效方法。

Southern印迹杂交: 在两引物之间另合成一条寡核苷酸链(内部寡核苷酸)标记后做探针,与PCR产物杂交。此法既可作特异性鉴定,又可以提高检测PCR产物的灵敏度,还可知其分子量及条带形状,主要用于科研。

斑点杂交: 将PCR产物点在硝酸纤维素膜或尼膜薄膜上,再用内部寡核苷酸探针杂交,观察有无着色斑点,主要用于PCR产物特异性鉴定及变异分析。

RNA是什么?RNA和DNA有什么区别啊?RNA对人有什么作用?

1、 自噬的定义: 细胞自噬是真核生物中进化保守的对细胞内物质进行周转的重要过程。该过程中一些损坏的蛋白或细胞器被双层膜结构的自噬小泡包裹后,送入溶酶体(动物)或液泡(酵母和植物)中进行降解并得以循环利用。

2、 自噬的过程: 从一张开始:

步骤1:细胞接受自噬诱导信号后,在胞浆的某处形成一个小的类似“脂质体”样的膜结构,然后不断扩张,但它并不呈球形,而是扁平的,就像一个由2层脂双层组成的碗,可在电镜下观察到,被称为Phagophore,是自噬发生的铁证之一。

步骤2:Phagophore不断延伸,将胞浆中的任何成分,包括细胞器,全部揽入“碗”中,然后“收口”,成为密闭的球状的autophagosome,我把它翻译为“自噬体”。电镜下观察到自噬体是自噬发生的铁证之二。有2个特征:一是双层膜,二是内含胞浆成分,如线粒体、内质网碎片等。

步骤3:自噬体形成后,可与细胞内吞的吞噬泡、吞饮泡和内体融合(加了个“可”字,意思是这种情况不是必然要发生的)。

步骤4:自噬体与溶酶体融合形成autolysosome,期间自噬体的内膜被溶酶体酶降解,2者的内容物合为一体,自噬体中的“货物”也被降解,产物(氨基酸、脂肪酸等)被输送到胞浆中,供细胞重新利用,而残渣或被排出细胞外或滞留在胞浆中。

3 、自噬的特性:

1)自噬是细胞消化掉自身的一部分,即self-eating,初一看似乎对细胞不利。事实上,细胞正常情况下很少发生自噬,除非有诱发因素的存在。这些诱发因素很多,也是研究的热门。既有来自于细胞外的(如外界中的营养成分、缺血缺氧、生长因子的浓度等),也有细胞内的(代谢压力、衰老或破损的细胞器、折叠错误或聚集的蛋白质等)。由于这些因素的经常性存在,因此,细胞保持了一种很低的、基础的自噬活性以维持自稳。

2)自噬过程很快,被诱导后8min即可观察到自噬体(autophagosome)形成,2h后自噬溶酶体(autolysosome)基本降解消失。这有利于细胞快速适应恶劣环境。

3)自噬的可诱导特性:表现在2个方面,第一是自噬相关蛋白的快速合成,这是准备阶段。第二是自噬体的快速大量形成,这是执行阶段。

4)批量降解:这是与蛋白酶体降解途径的显著区别

5)“捕获”胞浆成分的非特异性:由于自噬的速度要快、量要大,因此特异性不是首先考虑的,这与自噬的应急特性是相适应的。

6)自噬的保守性:由于自噬有利于细胞的存活,因此无论是物种间、还是各细胞类型之间(包括肿瘤细胞),自噬都普遍被保留下来(谁不喜欢留一手呢?)。

4 、自噬过程的调控: 从上面总结的自噬特点中可以看出,自噬这一过程一旦启动,必须在度过危机后适时停止,否则,其非特异性捕获胞浆成分的特性将导致细胞发生不可逆的损伤。这也提醒我们在研究自噬时一定要动态观察,任何横断面的研究结果都不足以评价自噬的活性。目前,已经报告了很多因素能诱导细胞发生自噬,如饥饿、生长因子缺乏、微生物感染、细胞器损伤、蛋白质折叠错误或聚集、DNA损伤、放疗、化疗等等,这么多刺激信号如何传递的、哪些自噬蛋白接受信号、又有哪些自噬蛋白去执行等很多问题都还在等待进一步解答中。

关于传递自噬信号的通路目前比较肯定的有:

抑制类

1)Class?I?PI3K?pathway(PI-phosphatidylinositol,磷脂酰肌醇)与IRS?(Insulin?receptor?substrate)结合,接受胰岛素受体传来的信号(血糖水平高抑制自噬)

2)mTOR?pathway(mammalian?target?of?rapamycin)

mTOR在人类中的同源基因是FRAP1(FK506?binding?protein?12-rapamycin?associated?protein?1),是一个丝/苏氨酸蛋白激酶。能接受多种上游信号,如Class?I?PI3K、IGF-1/2、MAPK,能感受营养和能量的变化,rapamycin是最典型最常用的自噬激动剂.

激活类

1)Class?III?PI3K

结构上类似于Class?I?PI3K,但作用相反。3-MA是Class?III?PI3K的抑制剂,因此3-MA可以作为自噬的抑制剂.

5 、自噬的研究方法: 正常培养的细胞自噬活性很低,不适于观察,因此,必须对自噬进行人工干预和调节,经报道的工具药有:

(一)自噬诱导剂

1)Bredeldin A /Thapsigargin / Tunicamycin?:? 模拟内质网应激

2

)Carbamazepine/L-690,330/ LithiumChloride(氯化锂): IMPase? 抑制剂 (即Inositolmonophosphatase,肌醇单磷酸酶)

3

)Earle's平衡盐溶液:? 制造饥饿

4

)N-Acetyl-D-sphingosine(C2-ceramide):Class I PI3KPathway抑制剂

5

)Rapamycin:mTOR抑制剂

6

)Xestospongin B/C:IP3R阻滞剂

(二)自噬抑制剂

1

)3-Methyladenine(3-MA):(Class III PI3K)?hVps34?抑制剂

2

)Bafilomycin A1:质子泵抑制剂

3

)Hydroxychloroquine(羟氯喹):Lysosomal lumenalkalizer(溶酶体腔碱化剂)除了选用上述工具药外,一般还需结合遗传学技术对自噬相关基因进行干预:包括反义RNA干扰技术(Knockdown)、突变株筛选、外源基因导入等。

细胞经诱导或抑制后,需对自噬过程进行观察和检测,常用的策略和技术有:

1)观察自噬体的形成

由于自噬体属于亚细胞结构,普通光镜下看不到,因此,直接观察自噬体需在透射电镜下。Phagophore的特征为:新月状或杯状,双层或多层膜,有包绕胞浆成分的趋势。自噬体(AV1)的特征为:双层或多层膜的液泡状结构,内含胞浆成分,如线粒体、内质网、核糖体等。自噬溶酶体(AV2)的特征为:单层膜,胞浆成分已降解。(autophagic?vacuole,AV)

2)在荧光显微镜下采用GFP-LC3等融合蛋白来示踪自噬形成:(常用)

GFP-LC3单荧光指示体系:由于电镜耗时长,不利于监测(Monitoring)自噬形成。我们利用LC3在自噬形成过程中发生聚集的现象开发出了GFP-LC3指示技术:无自噬时,GFP-LC3融合蛋白弥散在胞浆中;自噬形成时,GFP-LC3融合蛋白转位至自噬体膜,在荧光显微镜下形成多个明亮的绿色荧光斑点,一个斑点相当于一个自噬体,可以通过计数来评价自噬活性的高低。双荧光指示体系:汉恒生物科技(上海)有限公司已开发出用于表达mRFP-GFP-LC3融合蛋白的病毒产品。mRFP用于标记及追踪LC3,GFP的减弱可指示溶酶体与自噬小体的融合形成自噬溶酶体,即由于GFP荧光蛋白对酸性敏感,当自噬体与溶酶体融合后GFP荧光发生淬灭,此时只能检测到红色荧光。

3)利用Western?Blot检测LC3-II/I比值的变化以评价自噬形成。

自噬形成时,胞浆型LC3(即LC3-I)会酶解掉一小段多肽,转变为(自噬体)膜型(即LC3-II),因此,LC3-II/I比值的大小可估计自噬水平的高低。

(Note:LC3抗体对LC3-II有更高的亲和力,会造成假阳性。方法2和3需结合使用,同时需考虑溶酶体活性的影响)

4)?利用Western?Blot检测p62蛋白来评价自噬以及自噬流的强弱:起初自噬所降解的底物被认为是随机的,但是后来的研究表明有些蛋白是选择性降解的,在这些蛋白之中研究的最为透彻的是p62蛋白,p62蛋白水平的多少与自噬流的强弱有着反比例关系。

5)MDC或者Cyto-ID染色:包括自噬体,所有酸性液泡都被染色,故属于非特异性的。

6)Cell Tracker?TM?Green染色:主要用于双染色,但其能染所有的液泡,故也属于非特异性的。

6、自噬体的发生: 目前认为,自噬体的膜不是直接来源于高尔基体或内质网,而是在胞浆中重新生成的,但具体的机制尚不清楚。当beclin-1被活化后,胞浆中先形成很多个membrane source(自噬体膜发生中心),在它们不断扩展的过程中(phagophore到autolysosome),VMP1蛋白由内质网和高尔基体转位到自噬体膜上(VMP1又叫TMEM49,已知唯一与自噬有关的? 跨膜 蛋白),同时,MAP1-LC3由胞浆型(即LC3-I)转位到自噬体膜(即LC3-II),LC3这一转变过程可被Western Blot和荧光显微镜检测到,现已成为监测自噬体形成的推荐方法。

7、自噬与细胞亡的关系:

? 有必要说明一下的是,细胞亡是一个非常复杂的过程,为了研究方便,需进行分类,但我们思考时不要局限于这些?人为的分类,而应注重于现象本身来研究其背后的机制。

?一直以来人们从不同角度、用不同方法来观察细胞的亡,并把细胞的亡方式分为2类:坏和凋亡,因为两者有着明显的区别,其中最主要的区别之一就是细胞膜的通透性——坏细胞的细胞膜丧失了完整性,内容物被释放出来,染料可自由进入细胞,而凋亡细胞保持完整,无内容物释放,染料也被排斥。很多实验亦根据这一原理来设计以区分坏和凋亡,这将在后面一一介绍,如同刚刚说明的那样,这些实验只能说明细胞膜的通透性(必要条件,不是充分必要条件),而不能用来证实坏细胞或凋亡细胞。一般认为坏是被动的,不可控的,而凋亡是主动的,可控的。为了强调这一点,凋亡被定义为程序性细胞亡(program celldeath,PCD)。但无论是坏还是凋亡,都是一个过程,是需要时间的(尤其是凋亡,从启动到完成,细胞要执行很多反应),而且细胞亡后都有“尸体”。

在研究自噬与凋亡的关系时,人们发现细胞亡前胞浆中存在大量的自噬体或自噬溶酶体,但这样的细胞缺乏凋亡的典型特点,如核固缩(pyknosis),?核破裂(karyorhexis)、细胞皱缩(shrinkage)、没有凋亡小体的形成等,被称为自噬样细胞亡(autophagic celldeath,ACD),它是一种新的细胞程序性亡,为了与凋亡区别,被命名为Type II cell death,相应的,凋亡为Type I cell death,坏为Type III cell death。尽管这样,但对于自噬是否是细胞亡的直接原因目前还存在很大的争议。到底是Cell death? by? autophagy(自噬引起亡)还是Cell death? with ?autophagy(亡时有自噬发生,但不是直接原因)?对此,自噬研究领域“大牛”级专家Levine Beth在一篇nature的Review中表达了自己的观点。由于在形态学上2者无明显区别,但通过阻断自噬,观察细胞的结局可区分开来:Cell death? by ?autophagy细胞存活,而Cell death? with ?autophagy细胞亡。

8、自噬与肿瘤的关系:

? 与凋亡(在肿瘤细胞中一般都存在缺限)不同,自噬是被优先保留的。无论是肿瘤细胞还是正常细胞,保持一种基础、低水平的自噬活性是至关重要的。因为细胞中随时产生的“垃圾”(破损或衰老的细胞器、长寿命蛋白质、错误合成或折叠错误的蛋白质等等)都需要及时清除,而这主要靠自噬来完成,因此,? 自噬具有维持细胞自稳的功能 ;如果将自噬相关基因突变失活,如神经元会发生大量聚集蛋白,并出现神经元退化。同时,自噬的产物,如氨基酸、脂肪酸等小分子物质又可为细胞提供一定的能量和合成底物,可以说,? 自噬就是一个 “ 备用仓库 ” 。如Atg-5缺陷的小鼠在出生后喝上第一口奶之前就会饿。更重要的是,自噬活性可在代谢应激(饥饿、生长因子缺乏、射线、化疗等)时大大增强,表现为胞浆中迅速涌现大量自噬体,这一现象被称为“自噬潮”(autophagic flux),广泛用于自噬形成的监测。自噬潮为细胞度过危机提供了紧急的营养和能量支持,有利于细胞的存活。

鉴于自噬的上述作用,自噬可为肿瘤细胞带来几大好处:

1

)肿瘤细胞本身就具有高代谢的特点,对营养和能量的需求比正常细胞更高,但肿瘤微环境往往不能如意,如肿瘤发生初始期到血管发生之前、肿瘤长大发生血管崩塌时、肿瘤细胞脱离原发灶游走时等都会出现营养不足或供应中断,而此时提高自噬活性可以有助于度过这一危机。

2)当化疗、放疗后,肿瘤细胞会产生大量的破损细胞器、损坏的蛋白质等有害成分,而此时提高自噬活性可及时清除这些有害物质,并提供应急的底物和能量为修复受损DNA赢得时间和条件。由于自噬减少了肿瘤细胞在代谢应激时发生坏的机会,而对于肿瘤细胞群体而言,需要一部分细胞发生坏,以引发适度的炎症(有利于血管的长入、吸引免疫细胞分泌生长因子等)。研究发现,很多类型的肿瘤在代谢应激时会“组成性”活化PI3K信号以抑制自噬(由于凋亡通路已受阻,抑制自噬会促进坏),但具体机制尚不清楚。

自噬与肿瘤的关系可能是双重的。①对不同的细胞,自噬的作用可能不同。②相同的细胞在不同的外部因素作用时,自噬的作用可能不同。③在肿瘤发生发展的不同阶段,自噬的作用可能不同。肿瘤生长的早期阶段自噬增强,是由于此时肿瘤的血管化作用不足,癌细胞的营养供给有限,需要通过自噬为自身提供营养。肿瘤进入发展阶段后基因变异积累,使包括?Beclin?1在内的众多抑癌基因失活,自噬活力降低。④对单个细胞和对整个肿瘤阻滞的作用可能不同。自噬功能不全的细胞易于坏,但是坏组织产生的细胞因子(包括部分生长因子)反而会促进肿瘤的生长。上述各种假设均有待证实。肿瘤为细胞分化障碍性的疾病已得到肯定,但自噬在肿瘤细胞的分化抑制过程中起着什么样的作用,自噬水平提高是抑制分化甚至导致去分化还是促进分化等问题尚未解决。

9、在研究自噬相关蛋白时,需对其进行定位。由于自噬体与溶酶体、线粒体、内质网、高尔基体关系密切,为了区别,常用到一些示踪蛋白在荧光显微镜下来共定位:

Lamp-2:溶酶体膜蛋白,可用于监测自噬体与溶酶体融合。

LysoTrackerTM探针:有红或蓝色可选,显示所有酸性液泡。

pDsRed2-mito:载体,转染后表达一个融合蛋白(红色荧光蛋白+线粒体基质定位信号),可用来检测线粒体被自噬掉的程度(Mitophagy)。

MitoTracker探针:特异性显示活的线粒体,荧光在经过固定后还能保留。

Hsp60:定位与线粒体基质,细胞亡时不会被释放。

Calreticulin(钙网织蛋白):内质网腔 ?

Note:这些蛋白均为胞浆蛋白,爬片或胰酶消化的细胞在做免疫荧光前需先透膜(permeabilize),可采用0.1%SDS处理

自噬与细胞亡经常需一起考虑,下面介绍一些检测细胞亡的方法:

1)△ψmdissipation(线粒体跨膜电位的消失):TMRM发红色荧光,DiOC6(3)发绿色荧光。

2)Phosphatidylserine Externalization(磷脂酰丝氨酸外翻):Annexin V-FITC(绿色)染细胞膜。

3)检测线粒体产生的ROS:无荧光的HE(hydroethidine,氢化乙啶)可被ROS氧化为EthBr(ethidium bromide,溴乙啡啶),发红色荧光。NAO(nonylacridine orange,烷化吖啶橙,可发荧光)能与非氧化的cardiolipin(心磷脂,可被ROS氧化)反应而失去荧光。

4)线粒体IMS蛋白的释放:AIF,细胞色素c,分别用荧光二抗染色。

5)Capase 3a?染色:用荧光二抗染色,胞浆弥散分布。

6)细胞膜完整性检测:DAPI(蓝色)、Hoechst 33342或PI(红色)染核。胞膜完整的细胞(活细胞和早中期凋亡细胞)排斥,可联用annexin V。

10、如何用实验区分Cell death by autophagy和Cell death with autophagy?

第一步:利用上述方法证实细胞亡

第二步:证实细胞亡前发生了自噬

第三步:在形态学上区别开“自噬样亡”与凋亡

第四步:利用遗传学手段(反义RNA干扰Knockdown掉Atg基因或hVps34)或工具药抑制自噬

第五步:细胞存活则为Cell death by autophagy,反之,细胞亡则为Cell death with autophagy。

自噬的抑制根据自噬形成的过程,自噬的抑制也分为不同的阶段,包括自噬的起始阶段,自噬泡和溶酶体融合阶段,以及溶酶体内的降解阶段。目前常用的一些抑制药物如下:

1)对自噬体形成的抑制:主要是PI3K通路的抑制剂(如3-MA, Wortmannin,LY294002等),这些药物均可干扰或阻断自噬体形成。3-甲基腺嘌呤(3-Methyladenine,3-MA)是磷脂酰肌醇3激酶的抑制剂,可特异性阻断Autophagy中自噬体的形成,被广泛用作Autophagy的抑制剂。另外,渥曼青霉素(Wortmannin)、LY294002?也可用作Autophagy的抑制剂。

2)对自噬体与溶酶体融合的抑制:对自噬体与溶酶体融合过程进行阻断也能起着抑制自噬的作用,这些药物有巴伐洛霉素A1、长春碱、诺考达唑等。巴伐洛霉素A1(Bafilomycin A1)是一种来源于灰色链霉菌的大环内酯类抗生素,分子式C35H58O9,是空泡型H+-ATP酶的特异性抑制剂,具有抗菌、抗真菌、抗肿瘤等作用。当突触小泡经历胞外分泌时,巴伐洛霉素A1可以避免小泡重新酸化。有研究表明,在已发生自噬的肿瘤细胞中加入巴伐洛霉素A1,可使蛋白降解被抑制,自噬体增多而自噬溶酶体数目减少,并且自噬体中的酸性磷酸酶的活性也明显降低,从而证明其阻断了自噬体与溶酶体的融合过程。这种阻断是可逆的,在去除了药物作用后,自噬体仍可以与溶酶体融合形成自噬溶酶体,继续自噬进程。

3)对溶酶体降解的抑制:自噬体与溶酶体融合后最终被溶酶体中的水解酶水解,它首先经过囊泡酸化,达到所需的PH值后经多种蛋白酶作用使囊内容物降解,降解产物在细胞内再循环利用。对溶酶体的降解进行抑制,使得被降解的囊泡内容物大量蓄积于溶酶体内,而不能释放出来进入细胞内再循环利用,这也同样起着抑制自噬的作用。因此,蛋白酶抑制剂,如E64d、Pepstatin A等,在抑制溶酶体降解的过程中发挥着自噬抑制剂的作用。E64d和Pepstatin A均属于蛋白酶抑制剂,二者以1:1的比例联用可以抑制自噬。有研究表明,在结肠癌细胞系中联用E64d及Pepstatin A,可明显抑制溶酶体的降解从而阻断自噬的进展,而自噬体的形成并没有受到明显影响。

11 、自噬领域的大牛们:

1)YoshinoriOhsumi博士。日本科学家,克隆了第一个酵母自噬基因Atg1以及LC3,主要成果在酵母模型下自噬研究;

2

)Daniel?J.?Klionsky博士。美国科学家,主要成果在酵母模型的自噬研究。最早在《Science》上发表综述介绍自噬,2005年创办了第一本自噬杂志《Autophagy》;2007年举办了第一次自噬国际会议,为自噬的宣传做了大量工作。

3

)Noboru?Mizushima博士。日本科学家,2001年主要报道了Atg5的功能,被认为是哺乳动物分子机制研究的第一环,以及参与克隆自噬标志物LC3,而且制备了一些ATG基因敲除老鼠以及LC3转基因老鼠;

4

)Beth?Levine博士。美国科学家,首先克隆了第一个哺乳动物自噬基因Beclin?1;

5

)Guido?Kroemer博士。法国科学家,是细胞凋亡和亡领域中引用率第一的科学家。在细胞凋亡研究中作出了卓越贡献而且涉猎及其广泛。目前也从事自噬研究,例如p53,Bcl2家族与细胞自噬。

6

)Tamotsu?Yoshimori博士。日本科学家,2000年克隆了目前广泛使用的自噬标志物LC3文章的通讯作者,而且也参与了2010年ATG5机制研究,是通讯作者之一。在方法学上也有关键贡献。目前主要研究ATG14和ATG16。值得注意的是,上述三位日本科学家合作紧密,克隆了目前大部分的ATG基因,经常共享文章通讯作者。

7

)Patrice?Codogno博士。法国科学家,2000年首先证实了PI3K信号通路在自噬的作用,I型抗自噬,III型促自噬,是自噬信号通路的开拓者。

8

)Ana?Maria?Cuervo博士。美国科学家,是分子伴侣自噬的开拓者。

9

)David?Rubinsztein博士。英国科学家,2004年首次报道了mTOR与自噬的关系,抑制mTOR促进自噬。目前利用rapamycin诱导自噬成为经典模型之一。2010年Nature的报道首次证实了自噬对mTOR的负反馈调节。

12 、自噬信号通路:

1 ) KEGG

2 ) Abcam

3 ) CST

4) Enzo

13、我在做自噬课题中的一些心得:

自噬小体的增多有两种可能:一是形成增加即自噬被诱导;另外一种是自噬体成熟受抑即自噬体不能和溶酶体结合。该怎么来判断呢?

自噬体增多,也就是“自噬潮”出现的原因一是形成增多,二是与溶酶体融合受阻(如使用了氢化氯喹或氯喹,另外,溶酶体的酶抑制剂和质子泵抑制剂的使用亦有可能影响溶酶体与自噬体或异噬泡的融合),使自噬体不能降解而积聚,这种积聚造成的自噬体增多的效应要大于自噬体诱导剂效应的数倍之多。

鉴于这样的原因,单纯的GFP-LC3荧光斑点增多不足以作为自噬激活的证据,可联用多个方法来判断:

? 1

)加用自噬体与溶酶体融合的抑制剂,如氯喹,观察自噬潮的变化。

? 2

)或加用LC3和溶酶体示踪物在荧光显微镜下观察共定位情况。

? 3

)或Knockdown掉LAMP-2基因(溶酶体膜蛋白)。

? 4

)检测胞浆长寿蛋白的降解。

?WesternBlot

检测LC3时除了上述的原因外,还有几个需考虑到的地方:

1

)抗体的亲和力:有报道认为LC3抗体对II型LC3的亲和力较高

2

)结合于自噬体内层膜的LC3-II在与溶酶体结合后被降解。

3

)自噬过程很快,一个自噬体从产生到降解仅需2~3个小时或更短,其中自噬体形成阶段更迅速,数分钟即可完成,而溶酶体降解阶段耗时相对较长。因此,设置多个检测时间点(time frame)是非常重要的。

RNA是什么物质?DNA是什么物质?区别是什么?

RNA与DNA最重要的区别一是RNA只有一条链,二是它的碱基组成与DNA的不同,RNA没有碱基T(胸腺嘧啶),而有碱基U(尿嘧啶)。所以导致他们有以下性质上的不同。

1.两性解离:DNA无,只有酸解离,碱基被屏蔽(在分子内部形成了H键)。RNA有,有PI。

2.粘度大:DNA;RNA,粘度由分子长度/直径决定,DNA为线状分子,RNA为线团。

3.碱的作用:DNA耐碱RNA易被碱水解。

4.显色反应:

鉴别DNA和RNA+浓HCl RNA ------→ 绿色化合物

DNA ------→ 蓝紫色化合物苔黑酚

二苯胺啡啶溴红(荧光染料)和溴嘧啶都可对DNA染色,原理是卡在分子中,DNA的离心和电泳显色可用它们。

DNA和RNA的鉴别染色

利用吖啶橙的变色特性可鉴别DNA和RNA。吖啶橙作为一种荧光染料已被用于染色固定,非固定细胞核酸,或作溶酶体的一种标记。观察亡细胞荧光变色性变化以及区别分裂细胞和静止细胞群体。虽然测定DNA和RNA含量时较难获得好的重复性结果,但该方法已被许多实验室广泛采用。

5.溶解性:都溶于水而不溶于乙醇,因此,常用乙醇来沉淀溶液中的DNA和RNA。DNA溶于苯酚而RNA不溶,故可用苯酚来沉淀RNA。

6.紫外吸收:核酸的λm=260nm,碱基展开程度越大,紫外吸收就越厉害。当A=1时,DNA:50ug/ml,RNA和单链DNA:40ug/ml,寡核苷酸:20ug/ml。用A260/A280还可来表示核酸的纯度。

7.沉降速度:对于拓扑异构体(核苷酸数目相同的核酸),其沉降速度从达到小依次为:RNA ; 超螺旋DNA > 解链环状DNA ; 松弛环状DNA ; 线形DNA也就是在离心管中最上层是线形DNA,最下面是RNA。

8.电泳:核苷酸、核酸均可以进行电泳,泳动速度主要由分子大小来决定,因此,电泳是测定核酸分子量的好方法。

9.DNA分子量测定最直接的方法:用适当浓度的EB(溴嘧啶)染色DNA,可以将其他形式的DNA变成线形DNA,用电镜测出其长度,按B-DNA模型算出bp数,根据核苷酸的平均分子量就可计算出DNA的分子量

怎样将未结合到dna上的荧光染料去除

RNA是核糖核酸,DNA是脱氧核酸。区别是有九种:

1.两性解离:DNA无,只有酸解离,碱基被屏蔽(在分子内部形成了H键)。RNA有,有PI。

2.粘度大:DNA;RNA,粘度由分子长度/直径决定,DNA为线状分子,RNA为线团。

3.碱的作用:DNA耐碱RNA易被碱水解。

4.显色反应:

鉴别DNA和RNA+浓HCl RNA ------→ 绿色化合物

DNA ------→ 蓝紫色化合物苔黑酚

二苯胺啡啶溴红(荧光染料)和溴嘧啶都可对DNA染色,原理是卡在分子中,DNA的离心和电泳显色可用它们。

DNA和RNA的鉴别染色

利用吖啶橙的变色特性可鉴别DNA和RNA。吖啶橙作为一种荧光染料已被用于染色固定,非固定细胞核酸,或作溶酶体的一种标记。观察亡细胞荧光变色性变化以及区别分裂细胞和静止细胞群体。虽然测定DNA和RNA含量时较难获得好的重复性结果,但该方法已被许多实验室广泛采用。

5.溶解性:都溶于水而不溶于乙醇,因此,常用乙醇来沉淀溶液中的DNA和RNA。DNA溶于苯酚而RNA不溶,故可用苯酚来沉淀RNA。

6.紫外吸收:核酸的λm=260nm,碱基展开程度越大,紫外吸收就越厉害。当A=1时,DNA:50ug/ml,RNA和单链DNA:40ug/ml,寡核苷酸:20ug/ml。用A260/A280还可来表示核酸的纯度。

7.沉降速度:对于拓扑异构体(核苷酸数目相同的核酸),其沉降速度从达到小依次为:RNA ; 超螺旋DNA > 解链环状DNA ; 松弛环状DNA ; 线形DNA也就是在离心管中最上层是线形DNA,最下面是RNA。

8.电泳:核苷酸、核酸均可以进行电泳,泳动速度主要由分子大小来决定,因此,电泳是测定核酸分子量的好方法。

9.DNA分子量测定最直接的方法:用适当浓度的EB(溴嘧啶)染色DNA,可以将其他形式的DNA变成线形DNA,用电镜测出其长度,按B-DNA模型算出bp数,根据核苷酸的平均分子量就可计算出DNA的分子量。

DNA和RNA的区别

碘化丙啶(propiolium iodide,PI)能嵌入DNA双螺旋中,可使荧光强度增加约20倍,以488nm波长激发,DNA/PI复合物最大的发射波长约为615nm。

1. 小鼠Lewis肺癌细胞DNA含量测定方法

(1).从C57BL/6小鼠上切除肿块,在培养皿内用PBS冲洗。

(2).去除结缔组织及脂肪,剪碎肿块。

(3).小碎片移入1.20×38mm注射针,加压使其通过,于4℃条件下重悬细胞于HBSS中。

(4).将200~300μL细胞悬液(5×105细胞/mL)中加入3mL PI(50μg/mL),染色3LL细胞,于4℃存放20~30分钟。

(5).测定580~750nm之间的发射荧光,以去除末结合PI产生的激发光与发射光谱线之间的重叠部分。

注:PI染色液:0.1%柠檬酸钠1000mL+PI 5mg + 1% Nonide P40水。

2. 培养细胞DNA的流式细胞仪分析

(1).从培养皿中吸去培养基,以HBSS冲洗二次。

(2).加入PI5mL于培养皿中,在4℃放10分钟。

(3).用吸管反复次打细胞,使细胞破坏,胞核释放出来,再行流式细胞仪分析。

3. 完整细胞DNA的PI染色

(1).70%乙醇固定的细胞悬液,离心,去固定液。

(2).室温条件下加入PI染色一批细胞(105~106细胞/mL),时间为30分钟,然后行流式细胞仪分析。

(二)吖啶橙染色

1. DNA和RNA的鉴别染色

利用吖啶橙的变色特性可鉴别DNA和RNA。吖啶橙作为一种荧光染料已被用于染色固定,非固定细胞核酸,或作溶酶体的一种标记。观察亡细胞荧光变色性变化以及区别分裂细胞和静止细胞群体。虽然测定DNA和RNA含量时较难获得好的重复性结果,但该方法已被许多实验室广泛采用。方法如下:

1)试剂:

(1)溶液A:低温保存,稳定期约2周。

Triton X-100(0.1%) 0.1mL,1mol/L HCL 8mL

1mol/L NaCL 15ml蒸馏水76mL,P

请详细解释一下DNA与RNA

区别一、组成单位不同:

DNA的组成单位是脱氧核苷酸;RNA的组成单位是核糖核苷酸。

区别二、分布位置不同:

DNA主要在细胞核;RNA主要在细胞质。

区别三、含有碱基不同:

DNA的组成碱基是ATGC:腺嘌呤(A)、鸟嘌呤(G)和胞嘧啶(C),特有的是胸腺嘧啶(T);

RNA的组成碱基是AUGC:腺嘌呤(A)、鸟嘌呤(G)和胞嘧啶(C),特有是尿嘧啶。

区别四、组成五碳糖不同:

DNA的组成五碳糖是脱氧核糖;RNA的组成五碳糖是核糖。

区别五、功能不同:

DNA是遗传物质;RNA一般在细胞中不作为遗传物质。

区别六、空间结构不同:

DNA是双螺旋结构;RNA一般是单链。

最早分离出DNA的弗雷德里希·米歇尔是一名瑞士医生,他在1869年从废弃绷带里所残留的脓液中,发现一些只有显微镜可观察的物质。由于这些物质位于细胞核中,因此米歇尔称之为“核素”(nuclein)。

到了1919年,菲巴斯·利文进一步辨识出组成DNA的碱基、糖类以及磷酸核苷酸单元,他认为DNA可能是许多核苷酸经由磷酸基团的联结,而串联在一起。不过他所提出概念中,DNA长链较短,且其中的碱基是以固定顺序重复排列。

1937年,威廉·阿斯特伯里完成了第一张X光绕射图,阐明了DNA结构的规律性。

百度百科——脱氧核糖核酸

百度百科——核糖核酸

什么DNA RNA PCR

RNA与DNA最重要的区别一是RNA只有一条链,二是它的碱基组成与DNA的不同,RNA没有碱基T(胸腺嘧啶),而有碱基U(尿嘧啶)。所以导致他们有以下性质上的不同。

1.两性解离:DNA无,只有酸解离,碱基被屏蔽(在分子内部形成了H键)。RNA有,有PI。

2.粘度大:DNA;RNA,粘度由分子长度/直径决定,DNA为线状分子,RNA为线团。

3.碱的作用:DNA耐碱RNA易被碱水解。

4.显色反应:

鉴别DNA和RNA+浓HCl RNA ------→ 绿色化合物

DNA ------→ 蓝紫色化合物苔黑酚

二苯胺啡啶溴红(荧光染料)和溴嘧啶都可对DNA染色,原理是卡在分子中,DNA的离心和电泳显色可用它们。

DNA和RNA的鉴别染色

利用吖啶橙的变色特性可鉴别DNA和RNA。吖啶橙作为一种荧光染料已被用于染色固定,非固定细胞核酸,或作溶酶体的一种标记。观察亡细胞荧光变色性变化以及区别分裂细胞和静止细胞群体。虽然测定DNA和RNA含量时较难获得好的重复性结果,但该方法已被许多实验室广泛采用。

5.溶解性:都溶于水而不溶于乙醇,因此,常用乙醇来沉淀溶液中的DNA和RNA。DNA溶于苯酚而RNA不溶,故可用苯酚来沉淀RNA。

6.紫外吸收:核酸的λm=260nm,碱基展开程度越大,紫外吸收就越厉害。当A=1时,DNA:50ug/ml,RNA和单链DNA:40ug/ml,寡核苷酸:20ug/ml。用A260/A280还可来表示核酸的纯度。

7.沉降速度:对于拓扑异构体(核苷酸数目相同的核酸),其沉降速度从达到小依次为:RNA ; 超螺旋DNA > 解链环状DNA ; 松弛环状DNA ; 线形DNA也就是在离心管中最上层是线形DNA,最下面是RNA。

8.电泳:核苷酸、核酸均可以进行电泳,泳动速度主要由分子大小来决定,因此,电泳是测定核酸分子量的好方法。

9.DNA分子量测定最直接的方法:用适当浓度的EB(溴嘧啶)染色DNA,可以将其他形式的DNA变成线形DNA,用电镜测出其长度,按B-DNA模型算出bp数,根据核苷酸的平均分子量就可计算出DNA的分子量。

聚合酶链反应(Polymerase Chain Reaction ,PCR)是80年代中期发展起来的体外核酸扩增技术。它具有特异、敏感、产率高、快速、简便、重复性好、易自动化等突出优点;能在一个试管内将所要研究 的目的基因或某一DNA片段于数小时内扩增至十万乃至百万倍,使肉眼能直接观察和判断;可从一根毛发、一滴血、甚至一个细胞中扩增出足量的DNA供分析研 究和检测鉴定。过去几天几星期才能做到的事情,用PCR几小时便可完成。PCR技术是生物医学领域中的一项革命性创举和里程碑。

PCR技术简史

PCR的最早设想 核酸研究已有100多年的历史,本世纪60年代末、70年代初人们致力于研究基因的体外分离技术,Korana于1971年最早提出核酸体外扩增的设想:“经过DNA变性,与合适的引物杂交,用DNA聚合酶延伸引物,并不断重复该过程便可克隆tRNA基因”。

PCR的实现 1985年美国PE-Cetus公司人类遗传研究室的Mullis等发明了具有划时代意义的聚合酶链反应。其原理类似于DNA的体内复制,只是在试管中给 DNA的体外合成提供以致一种合适的条件---摸板DNA,寡核苷酸引物,DNA聚合酶,合适的缓冲体系,DNA变性、复性及延伸的温度与时间。

PCR的改进与完善 Mullis最初使用的DNA聚合酶是大肠杆菌DNA聚合酶I的 Klenow片段,其缺点是:①Klenow酶不耐高温,90℃会变性失活,每次循环都要重新加。②引物链延伸反应在37℃下进行,容易发生模板和引物之 间的碱基错配,其PCR产物特异性较差,合成的DNA片段不均一。此种以Klenow酶催化的PCR技术虽较传统的基因扩增具备许多突出的优点,但由于 Klenow酶不耐热,在DNA模板进行热变性时,会导致此酶钝化,每加入一次酶只能完成一个扩增反应周期,给PCR技术操作程序添了不少困难。这使得 PCR技术在一段时间内没能引起生物医学界的足够重视。1988年初,Keohanog改用T4 DNA聚合酶进行PCR,其扩增的DNA片段很均一,真实性也较高,只有所期望的一种DNA片段。但每循环一次,仍需加入新酶。1988年Saiki 等从温泉中分离的一株水生嗜热杆菌(thermus aquaticus) 中提取到一种耐热DNA聚合酶。此酶具有以下特点:①耐高温,在70℃下反应2h后其残留活性大于原来的90%,在93℃下反应2h后其残留活性是原来的 60%,在95℃下反应2h后其残留活性是原来的40%。②在热变性时不会被钝化,不必在每次扩增反应后再加新酶。③大大提高了扩增片段特异性和扩增效 率,增加了扩增长度(2.0Kb)。由于提高了扩增的特异性和效率,因而其灵敏性也大大提高。为与大肠杆菌多聚酶I Klenow片段区别,将此酶命名为Taq DNA多聚酶(Taq DNA Polymerase)。此酶的发现使PCR广泛的被应用。

PCR技术基本原理

PCR技术的基本原理 类似于DNA的 天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA经加 热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备;②模板DNA与引 物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合;③引物的延伸:DNA模板--引物结合 物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需 2~4分钟,2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。到达平台期(Plateau)所需循环次数取决于样品中模板的拷贝。

PCR的反应动力学 PCR的三个反应步骤反复进行,使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA 扩增量可用Y=(1+X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数,X表示平(Y)均每次的扩增效率,n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%, 但在实际反应中平均效率达不到理论值。反应初期,靶序列DNA片段的增加呈指数形式,随着PCR产物的逐渐积累,被扩增的DNA片段不再呈指数增加,而进 入线性增长期或静止期,即出现“停滞效应”,这种效应称平台期数、PCR扩增效率及DNA聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多数情 况下,平台期的到来是不可避免的。

PCR扩增产物 可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5’端之间,是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引物所 结合的模板不一样而形成的,以一个原始模板为例,在第一个反应周期中,以两条互补的DNA为模板,引物是从3’端开始延伸,其5’端是固定的,3’端则没 有固定的止点,长短不一,这就是“长产物片段”。进入第二周期后,引物除与原始模板结合外,还要同新合成的链(即“长产物片段”)结合。引物在与新链结合 时,由于新链模板的5’端序列是固定的,这就等于这次延伸的片段3’端被固定了止点,保证了新片段的起点和止点都限定于引物扩增序列以内、形成长短一致的 “短产物片段”。不难看出“短产物片段”是按指数倍数增加,而“长产物片段”则以算术倍数增加,几乎可以忽略不计, 这使得PCR的反应产物不需要再纯化,就能保证足够纯DNA片段供分析与检测用。

PCR反应体系与反应条件

标准的PCR反应体系:

10×扩增缓冲液 10ul

4种dNTP混合物 各200umol/L

引物 各10~100pmol

模板DNA 0.1~2ug

Taq DNA聚合酶 2.5u

Mg2+ 1.5mmol/L

加双或三蒸水至 100ul

PCR反应五要素: 参加PCR反应的物质主要有五种即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+

引物: 引物是PCR特异性反应的关键,PCR 产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度。理论上,只要知道任何一段模板DNA序列,就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物,利用PCR就可将模板DNA在体外大量扩增。

设计引物应遵循以下原则:

①引物长度: 15-30bp,常用为20bp左右。

②引物扩增跨度: 以200-500bp为宜,特定条件下可扩增长至10kb的片段。

③引物碱基:G+C含量以40-60%为宜,G+C太少扩增效果不佳,G+C过多易出现非特异条带。ATGC最好随机分布,避免5个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。

④避免引物内部出现二级结构,避免两条引物间互补,特别是3’端的互补,否则会形成引物二聚体,产生非特异的扩增条带。

⑤引物3’端的碱基,特别是最末及倒数第二个碱基,应严格要求配对,以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。

⑥引物中有或能加上合适的酶切位点,被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点,这对酶切分析或分子克隆很有好处。

⑦引物的特异性:引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。

引物量: 每条引物的浓度0.1~1umol或10~100pmol,以最低引物量产生所需要的结果为好,引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增,且可增加引物之间形成二聚体的机会。

酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应, 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶,另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时),浓度过高可引起非特异性扩增,浓度过低则合成产物量减少。

dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系,dNTP粉呈颗粒状,如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性,使用时应配成高浓度后,以1M NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0~7.5,小量分装, -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中,dNTP应为50~200umol/L,尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制),如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低),就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合,使游离的Mg2+浓度降低。

模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度,是PCR成败与否的关键环节之一,传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。 SDS的主要功能是: 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质,因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜,并解离细胞中的核蛋白,SDS 还能与蛋白质结合而沉淀;蛋白酶K能水解消化蛋白质,特别是与DNA结合的组蛋白,再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份,用乙醇或异丙醇沉淀 核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本,可采用快速简便的方法溶解细胞,裂解病原体,消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离,直接 用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法,要防止RNase降解RNA。

Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响,在一般的PCR反应中,各种dNTP浓度为200umol/L时,Mg2+浓度为1.5~2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高,反应特异性降低,出现非特异扩增,浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性,使反应产物减少。

PCR反应条件的选择

PCR反应条件为温度、时间和循环次数。

温度与时间的设置: 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法,双链DNA在90~95℃变性,再迅速冷却至40 ~60℃,引物退火并结合到靶序列上,然后快速升温至70~75℃,在Taq DNA 聚合酶的作用下,使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100~300bp时)可采用二温度点法, 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一,一般采用94℃变性,65℃左右退火与延伸(此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性)。

①变性温度与时间:变性温度低,解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下,93℃~94℃lmin足以使模板DNA变性,若低于93℃则 需延长时间,但温度不能过高,因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性,就会导致PCR失败。

②退火(复性)温度与时间:退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃~60℃,可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多,引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间,取决于引物的长度、碱基组成及其浓度,还有靶基序列的长 度。对于20个核苷酸,G+C含量约50%的引物,55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度:

Tm值(解链温度)=4(G+C)+2(A+T)

复性温度=Tm值-(5~10℃)

在Tm值允许范围内, 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合,提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30~60sec,足以使引物与模板之间完全结合。

③延伸温度与时间:Taq DNA聚合酶的生物学活性:

70~80℃ 150核苷酸/S/酶分子

70℃ 60核苷酸/S/酶分子

55℃ 24核苷酸/S/酶分子

高于90℃时, DNA合成几乎不能进行。

PCR反应的延伸温度一般选择在70~75℃之间,常用温度为72℃,过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间,可根据待扩增片段的长度而定,一般1Kb以内的DNA片段,延伸时间1min是足够 的。3~4kb的靶序列需3~4min;扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增,延伸时间要稍长些。

循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30~40次之间,循环次数越多,非特异性产物的量亦随之增多。

PCR反应特点

特异性强 PCR反应的特异性决定因素为:

①引物与模板DNA特异正确的结合;

②碱基配对原则;

③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性;

④靶基因的特异性与保守性。

其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性,使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行,结合的特异性大大增加,被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区,其特异性程度就更高。

灵敏度高 PCR产物的生成量是以指数方式增加的,能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞;在病毒的检测中,PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位);在细菌学中最小检出率为3个细菌。

简便、快速 PCR反应用耐高温的Taq DNA聚合酶,一次性地将反应液加好后,即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应,一般在2~4 小时完成扩增反应。扩增产物一般用电泳分析,不一定要用同位素,无放射性污染、易推广。

对标本的纯度要求低 不需要分离病毒或细菌及培养细胞,DNA 粗制品及总RNA均可作为扩增模板。可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等粗制的DNA扩增检测。 PCR扩增产物分析

PCR产物是否为特异性扩增 ,其结果是否准确可靠,必须对其进行严格的分析与鉴定,才能得出正确的结论。PCR产物的分析,可依据研究对象和目的不同而采用不同的分析方法。

凝胶电泳分析:PCR产物电泳,EB溴乙锭染色紫外仪下观察,初步判断产物的特异性。PCR产物片段的大小应与预计的一致,特别是多重PCR,应用多对引物,其产物片断都应符合预讦的大小,这是起码条件。

琼脂糖凝胶电泳: 通常应用1~2%的琼脂糖凝胶,供检测用。

聚丙烯酰胺凝胶电泳:6~10%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离效果比琼脂糖好,条带比较集中,可用于科研及检测分析。

酶切分析:根据PCR产物中限制性内切酶的位点,用相应的酶切、电泳分离后,获得符合理论的片段,此法既能进行产物的鉴定,又能对靶基因分型,还能进行变异性研究。

分子杂交:分子杂交是检测PCR产物特异性的有力证据,也是检测PCR 产物碱基突变的有效方法。

Southern印迹杂交: 在两引物之间另合成一条寡核苷酸链(内部寡核苷酸)标记后做探针,与PCR产物杂交。此法既可作特异性鉴定,又可以提高检测PCR产物的灵敏度,还可知其分子量及条带形状,主要用于科研。

斑点杂交: 将PCR产物点在硝酸纤维素膜或尼膜薄膜上,再用内部寡核苷酸探针杂交,观察有无着色斑点,主要用于PCR产物特异性鉴定及变异分析。

RNA与DNA最重要的区别一是RNA只有一条链,二是它的碱基组成与DNA的不同,RNA没有碱基T(胸腺嘧啶),而有碱基U(尿嘧啶)。所以导致他们有以下性质上的不同。

1.两性解离:DNA无,只有酸解离,碱基被屏蔽(在分子内部形成了H键)。RNA有,有PI。

2.粘度大:DNA;RNA,粘度由分子长度/直径决定,DNA为线状分子,RNA为线团。

3.碱的作用:DNA耐碱RNA易被碱水解。

4.显色反应:

鉴别DNA和RNA+浓HCl RNA ------→ 绿色化合物

DNA ------→ 蓝紫色化合物苔黑酚

二苯胺啡啶溴红(荧光染料)和溴嘧啶都可对DNA染色,原理是卡在分子中,DNA的离心和电泳显色可用它们。

DNA和RNA的鉴别染色

利用吖啶橙的变色特性可鉴别DNA和RNA。吖啶橙作为一种荧光染料已被用于染色固定,非固定细胞核酸,或作溶酶体的一种标记。观察亡细胞荧光变色性变化以及区别分裂细胞和静止细胞群体。虽然测定DNA和RNA含量时较难获得好的重复性结果,但该方法已被许多实验室广泛采用。

5.溶解性:都溶于水而不溶于乙醇,因此,常用乙醇来沉淀溶液中的DNA和RNA。DNA溶于苯酚而RNA不溶,故可用苯酚来沉淀RNA。

6.紫外吸收:核酸的λm=260nm,碱基展开程度越大,紫外吸收就越厉害。当A=1时,DNA:50ug/ml,RNA和单链DNA:40ug/ml,寡核苷酸:20ug/ml。用A260/A280还可来表示核酸的纯度。

7.沉降速度:对于拓扑异构体(核苷酸数目相同的核酸),其沉降速度从达到小依次为:RNA ; 超螺旋DNA > 解链环状DNA ; 松弛环状DNA ; 线形DNA也就是在离心管中最上层是线形DNA,最下面是RNA。

8.电泳:核苷酸、核酸均可以进行电泳,泳动速度主要由分子大小来决定,因此,电泳是测定核酸分子量的好方法。

9.DNA分子量测定最直接的方法:用适当浓度的EB(溴嘧啶)染色DNA,可以将其他形式的DNA变成线形DNA,用电镜测出其长度,按B-DNA模型算出bp数,根据核苷酸的平均分子量就可计算出DNA的分子量。

聚合酶链反应(Polymerase Chain Reaction ,PCR)是80年代中期发展起来的体外核酸扩增技术。它具有特异、敏感、产率高、快速、简便、重复性好、易自动化等突出优点;能在一个试管内将所要研究 的目的基因或某一DNA片段于数小时内扩增至十万乃至百万倍,使肉眼能直接观察和判断;可从一根毛发、一滴血、甚至一个细胞中扩增出足量的DNA供分析研 究和检测鉴定。过去几天几星期才能做到的事情,用PCR几小时便可完成。PCR技术是生物医学领域中的一项革命性创举和里程碑。

PCR技术简史

PCR的最早设想 核酸研究已有100多年的历史,本世纪60年代末、70年代初人们致力于研究基因的体外分离技术,Korana于1971年最早提出核酸体外扩增的设想:“经过DNA变性,与合适的引物杂交,用DNA聚合酶延伸引物,并不断重复该过程便可克隆tRNA基因”。

PCR的实现 1985年美国PE-Cetus公司人类遗传研究室的Mullis等发明了具有划时代意义的聚合酶链反应。其原理类似于DNA的体内复制,只是在试管中给 DNA的体外合成提供以致一种合适的条件---摸板DNA,寡核苷酸引物,DNA聚合酶,合适的缓冲体系,DNA变性、复性及延伸的温度与时间。

PCR的改进与完善 Mullis最初使用的DNA聚合酶是大肠杆菌DNA聚合酶I的 Klenow片段,其缺点是:①Klenow酶不耐高温,90℃会变性失活,每次循环都要重新加。②引物链延伸反应在37℃下进行,容易发生模板和引物之 间的碱基错配,其PCR产物特异性较差,合成的DNA片段不均一。此种以Klenow酶催化的PCR技术虽较传统的基因扩增具备许多突出的优点,但由于 Klenow酶不耐热,在DNA模板进行热变性时,会导致此酶钝化,每加入一次酶只能完成一个扩增反应周期,给PCR技术操作程序添了不少困难。这使得 PCR技术在一段时间内没能引起生物医学界的足够重视。1988年初,Keohanog改用T4 DNA聚合酶进行PCR,其扩增的DNA片段很均一,真实性也较高,只有所期望的一种DNA片段。但每循环一次,仍需加入新酶。1988年Saiki 等从温泉中分离的一株水生嗜热杆菌(thermus aquaticus) 中提取到一种耐热DNA聚合酶。此酶具有以下特点:①耐高温,在70℃下反应2h后其残留活性大于原来的90%,在93℃下反应2h后其残留活性是原来的 60%,在95℃下反应2h后其残留活性是原来的40%。②在热变性时不会被钝化,不必在每次扩增反应后再加新酶。③大大提高了扩增片段特异性和扩增效 率,增加了扩增长度(2.0Kb)。由于提高了扩增的特异性和效率,因而其灵敏性也大大提高。为与大肠杆菌多聚酶I Klenow片段区别,将此酶命名为Taq DNA多聚酶(Taq DNA Polymerase)。此酶的发现使PCR广泛的被应用。

PCR技术基本原理

PCR技术的基本原理 类似于DNA的 天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA经加 热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备;②模板DNA与引 物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合;③引物的延伸:DNA模板--引物结合 物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需 2~4分钟,2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。到达平台期(Plateau)所需循环次数取决于样品中模板的拷贝。

PCR的反应动力学 PCR的三个反应步骤反复进行,使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA 扩增量可用Y=(1+X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数,X表示平(Y)均每次的扩增效率,n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%, 但在实际反应中平均效率达不到理论值。反应初期,靶序列DNA片段的增加呈指数形式,随着PCR产物的逐渐积累,被扩增的DNA片段不再呈指数增加,而进 入线性增长期或静止期,即出现“停滞效应”,这种效应称平台期数、PCR扩增效率及DNA聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多数情 况下,平台期的到来是不可避免的。

PCR扩增产物 可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5’端之间,是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引物所 结合的模板不一样而形成的,以一个原始模板为例,在第一个反应周期中,以两条互补的DNA为模板,引物是从3’端开始延伸,其5’端是固定的,3’端则没 有固定的止点,长短不一,这就是“长产物片段”。进入第二周期后,引物除与原始模板结合外,还要同新合成的链(即“长产物片段”)结合。引物在与新链结合 时,由于新链模板的5’端序列是固定的,这就等于这次延伸的片段3’端被固定了止点,保证了新片段的起点和止点都限定于引物扩增序列以内、形成长短一致的 “短产物片段”。不难看出“短产物片段”是按指数倍数增加,而“长产物片段”则以算术倍数增加,几乎可以忽略不计, 这使得PCR的反应产物不需要再纯化,就能保证足够纯DNA片段供分析与检测用。

PCR反应体系与反应条件

标准的PCR反应体系:

10×扩增缓冲液 10ul

4种dNTP混合物 各200umol/L

引物 各10~100pmol

模板DNA 0.1~2ug

Taq DNA聚合酶 2.5u

Mg2+ 1.5mmol/L

加双或三蒸水至 100ul

PCR反应五要素: 参加PCR反应的物质主要有五种即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+

引物: 引物是PCR特异性反应的关键,PCR 产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度。理论上,只要知道任何一段模板DNA序列,就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物,利用PCR就可将模板DNA在体外大量扩增。

设计引物应遵循以下原则:

①引物长度: 15-30bp,常用为20bp左右。

②引物扩增跨度: 以200-500bp为宜,特定条件下可扩增长至10kb的片段。

③引物碱基:G+C含量以40-60%为宜,G+C太少扩增效果不佳,G+C过多易出现非特异条带。ATGC最好随机分布,避免5个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。

④避免引物内部出现二级结构,避免两条引物间互补,特别是3’端的互补,否则会形成引物二聚体,产生非特异的扩增条带。

⑤引物3’端的碱基,特别是最末及倒数第二个碱基,应严格要求配对,以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。

⑥引物中有或能加上合适的酶切位点,被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点,这对酶切分析或分子克隆很有好处。

⑦引物的特异性:引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。

引物量: 每条引物的浓度0.1~1umol或10~100pmol,以最低引物量产生所需要的结果为好,引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增,且可增加引物之间形成二聚体的机会。

酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应, 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶,另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时),浓度过高可引起非特异性扩增,浓度过低则合成产物量减少。

dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系,dNTP粉呈颗粒状,如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性,使用时应配成高浓度后,以1M NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0~7.5,小量分装, -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中,dNTP应为50~200umol/L,尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制),如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低),就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合,使游离的Mg2+浓度降低。

模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度,是PCR成败与否的关键环节之一,传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。 SDS的主要功能是: 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质,因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜,并解离细胞中的核蛋白,SDS 还能与蛋白质结合而沉淀;蛋白酶K能水解消化蛋白质,特别是与DNA结合的组蛋白,再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份,用乙醇或异丙醇沉淀 核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本,可采用快速简便的方法溶解细胞,裂解病原体,消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离,直接 用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法,要防止RNase降解RNA。

Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响,在一般的PCR反应中,各种dNTP浓度为200umol/L时,Mg2+浓度为1.5~2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高,反应特异性降低,出现非特异扩增,浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性,使反应产物减少。

PCR反应条件的选择

PCR反应条件为温度、时间和循环次数。

温度与时间的设置: 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法,双链DNA在90~95℃变性,再迅速冷却至40 ~60℃,引物退火并结合到靶序列上,然后快速升温至70~75℃,在Taq DNA 聚合酶的作用下,使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100~300bp时)可采用二温度点法, 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一,一般采用94℃变性,65℃左右退火与延伸(此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性)。

①变性温度与时间:变性温度低,解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下,93℃~94℃lmin足以使模板DNA变性,若低于93℃则 需延长时间,但温度不能过高,因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性,就会导致PCR失败。

②退火(复性)温度与时间:退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃~60℃,可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多,引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间,取决于引物的长度、碱基组成及其浓度,还有靶基序列的长 度。对于20个核苷酸,G+C含量约50%的引物,55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度:

Tm值(解链温度)=4(G+C)+2(A+T)

复性温度=Tm值-(5~10℃)

在Tm值允许范围内, 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合,提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30~60sec,足以使引物与模板之间完全结合。

③延伸温度与时间:Taq DNA聚合酶的生物学活性:

70~80℃ 150核苷酸/S/酶分子

70℃ 60核苷酸/S/酶分子

55℃ 24核苷酸/S/酶分子

高于90℃时, DNA合成几乎不能进行。

PCR反应的延伸温度一般选择在70~75℃之间,常用温度为72℃,过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间,可根据待扩增片段的长度而定,一般1Kb以内的DNA片段,延伸时间1min是足够 的。3~4kb的靶序列需3~4min;扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增,延伸时间要稍长些。

循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30~40次之间,循环次数越多,非特异性产物的量亦随之增多。

PCR反应特点

特异性强 PCR反应的特异性决定因素为:

①引物与模板DNA特异正确的结合;

②碱基配对原则;

③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性;

④靶基因的特异性与保守性。

其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性,使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行,结合的特异性大大增加,被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区,其特异性程度就更高。

灵敏度高 PCR产物的生成量是以指数方式增加的,能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞;在病毒的检测中,PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位);在细菌学中最小检出率为3个细菌。

简便、快速 PCR反应用耐高温的Taq DNA聚合酶,一次性地将反应液加好后,即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应,一般在2~4 小时完成扩增反应。扩增产物一般用电泳分析,不一定要用同位素,无放射性污染、易推广。

对标本的纯度要求低 不需要分离病毒或细菌及培养细胞,DNA 粗制品及总RNA均可作为扩增模板。可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等粗制的DNA扩增检测。 PCR扩增产物分析

PCR产物是否为特异性扩增 ,其结果是否准确可靠,必须对其进行严格的分析与鉴定,才能得出正确的结论。PCR产物的分析,可依据研究对象和目的不同而采用不同的分析方法。

凝胶电泳分析:PCR产物电泳,EB溴乙锭染色紫外仪下观察,初步判断产物的特异性。PCR产物片段的大小应与预计的一致,特别是多重PCR,应用多对引物,其产物片断都应符合预讦的大小,这是起码条件。

琼脂糖凝胶电泳: 通常应用1~2%的琼脂糖凝胶,供检测用。

聚丙烯酰胺凝胶电泳:6~10%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离效果比琼脂糖好,条带比较集中,可用于科研及检测分析。

酶切分析:根据PCR产物中限制性内切酶的位点,用相应的酶切、电泳分离后,获得符合理论的片段,此法既能进行产物的鉴定,又能对靶基因分型,还能进行变异性研究。

分子杂交:分子杂交是检测PCR产物特异性的有力证据,也是检测PCR 产物碱基突变的有效方法。

Southern印迹杂交: 在两引物之间另合成一条寡核苷酸链(内部寡核苷酸)标记后做探针,与PCR产物杂交。此法既可作特异性鉴定,又可以提高检测PCR产物的灵敏度,还可知其分子量及条带形状,主要用于科研。

斑点杂交: 将PCR产物点在硝酸纤维素膜或尼膜薄膜上,再用内部寡核苷酸探针杂交,观察有无着色斑点,主要用于PCR产物特异性鉴定及变异分析。